Inmunohematología ENFERMERIA INMUNOLIGIA

Inmunohematología - 3
3
CONTENIDO
Página
o Competencias……………………………………………………………………………………. 05
1. ABSORCIÓN HETERÓLOGA………………………………………………………………..07
2. AUTOABSORCIÓN DE ANTICUERPOS EN FRÍO………………………………………..08
3. AUTOABSORCIÓN A 37o
C…………………………………………………………………...10
4. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS ANTIPENICILINA Y ANTICEFALOTINA……. 12
5. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS IRREGULARES UTILIZANDO CÉLULAS
TRATADAS CON ENZIMAS PROTEOLÍTICAS…………………………………………. 14
6. TÉCNICA DE INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS IRREGULARES EN DOS
TIEMPOS, UTILIZANDO FICINA O PAPAÍNA………………………………………….. 16
7. ELUCIÓN POR ÉTER, ELUCIÓN POR CLOROFORMO, ELUCIÓN CON SISTEMA
R.E.S. ……………………………………………………………………………………………17
8. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS CONTRA DROGAS QUE REACCIONAN
POR EL MECANISMO DE COMPLEJO INMUNE……………………………………….. 20
9. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA MNSs………………………………………………….21
10. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA LEWIS……………………………………………….. 24
11. PREPARACIÓN DE ALBÚMINA AL 6%...............................................................................25
12. DETERMINACIÓN DEL ANTÍGENO P…………………………………………………….26
13. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA KIDD………………………………………………….27
14. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA DUFFY………………………………………………. 28
15. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA KELL………………………………………………… 30
16. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA DIEGO………………………………………………..31
ANEXO : Examen……………………………………………………………………………………...33
FUENTE: MANUAL DE TÉCNICAS Y PROCEDIMIENTOS EN BANCOS DE SANGRE
Teresa Romero de Rodríguez Dolores Hernández Amanda Sojo C.
Ananías Jiménez Carmen Ospino de L. Zoraida Dávila
Marlene Arias

5
COMPETENCIAS
Al concluir el estudio del presente módulo el participante
deberá ser capaz de:
o Definir el concepto de absorción heteróloga y señalar los aspectos generales para su realización.
o Identificar los anticuerpos en pacientes con tratamiento inmunohematológico durante el
procedimiento de absorción en frío y/o a 37ºC.
o Analizar las técnicas para la investigación de pacientes con diagnóstico de anemias inducidas
por drogas y asociadas a tratamientos con penicilina o cefalotina.
o Detallar las técnicas de elución utilizadas en inmunohematológia en pacientes con anemia
hemolítica.
o Evaluar la detección de antígenos de grupos sanguíneos mediante la determinación del
sistema MNSs en muestras de sangre.
o Señalar las orientaciones y normas específicas ligadas a los sistemas que conducen a la detección
de antígenos en muestras de sangre.

7
1. ABSORCIÓN HETERÓLOGA
I. CONSIDERACIONES PRELIMINARES
La absorción heteróloga consiste en retirar anticuerpos (Ac) existentes en el suero de un individuo,
mediante el uso de glóbulos rojos con el Ag específicos para su posterior identificación.
II. OBJETIVOS
1. Separar mezclas de Alo Ac en suero y eluido como ayuda para su identificación.
2. Retirar Ac anti A y/o anti B de sueros que serán usados como reactivos.
III. MATERIAL Y EQUIPO
Muestra de suero suficiente para absorber, células rojas con genética conocida, pizeta con SSF,
reactivos de AGH, baño de María a 37 ºC, pipetas de Pasteur con bulbo de goma, tubo 13 x 100 y 12 x
75 mm, centrífuga, lápiz graso, células pantalla, programador o gradilla de metal, etiquetas
autoadhesivas, inyectadoras de 12 y 20 cc, yelco o scalp número 19, guantes, envases para descartar
material.
IV. ORIENTACIÓN
1. Utilizar guantes quirúrgicos.
2. Disponer de suficientes cantidades de células rojas de grupo O fenotipo R1 R1, R2 R2 y rr, una
de ellas negativas para el Ag Kell y otra JK (a-), y otra JK (b-) y otros Fy (a-) o dependiendo de
los Ac a separar en tubos 13 x 100 mm previamente identificados.
3. Centrifugar las muestras separando el suero del paquete globular.
4. Lavar por seis veces consecutivas el paquete de células con suficiente cantidad de SSF.
5. Empaquetar bien las células y dividirlas en pequeñas alícuotas en tubos 12 x 75 mm previamente
identificados.
6. Disponer de suficiente cantidad de suero a absorber para lograr la total remoción de los Ac.
7. Usar igual volumen de células/suero, realizando tres absorciones con cada una de las muestras
seleccionadas.
8. Mezclar bien e incubar a 37ºC, durante 30 a 60 minutos agitando periódicamente.
9. Centrifugar por cinco minutos a 3000 rpm y transferir los sueros absorbidos a cada tubo limpio e
identificado.
10. Probar cada suero absorbido con las muestras de las células que utilizó para la absorción.
11. Interpretación de resultados.
11.1. Si persiste la aglutinación en cualquiera de los tres sueros debe repetirse la absorción
utilizando una nueva alícuota de los mismos GR.
11.2. Si después de repetidas absorciones no se reduce la intensidad de la aglutinación o el título
del Ac, es de suponer que el Ag específico no se encuentra en dichas células y que el Alo
Ac no tiene especificidad para ese Ag.

8
11.3. Si el Ac se absorbió, probar el suero contra un panel de células para definir la especificidad
del Alo Ac.
V. NORMAS ESPECÍFICAS
1. Extraer al paciente suficientes muestras de sangre sin anticoagulante para realizar las absorciones
necesarias.
2. Realizar el procedimiento en forma continua sin omitir pasos.
3. Repetir tantas absorciones sean necesarias para lograr la remoción total del o los aloanticuerpos.
4. Usar GR de genética conocida dependiendo del o los Ac que se desea absorber.
5. Las células rojas de grupo O de fenotipo R1R1, R2 R2 y rr utilizadas en la absorción deben ser
anticoaguladas.
2. AUTOABSORCIÓN DE ANTICUERPOS EN FRÍO
La autoabsorción en frío permite remover AA tipos IgM de amplio límite térmico, que puedan interferir
en la detección de Ac IgG de importancia clínica transfusional.
II. OBJETIVOS
1. Remover del suero en estudio AA fríos mediante una o más absorciones con células autólogas.
2. Remover del suero en estudio AA potentes con células autólogas tratadas con enzimas.
Muestra de sangre con y sin anticoagulante, células autólogas tratadas con enzima, baño de María con
abundante hielo, SSF calentada a 37ºC, pizeta, pipeta de Pasteur con bulbo de goma, ficina al 1%,
guantes quirúrgicos, scalp o yelco número 19, inyectadora de 12 a 20 cc, envase para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
A. Autoabsorción de Ac fríos:
2. Extraer suficiente cantidad de sangre al paciente.
3. Colocar la sangre en un tubo con anticoagulante, mezclado rápidamente y llevarlo al baño de
María a 37ºC.
4. Colocar otra muestra de sangre en un tubo sin anticoagulante y dejarlo coagular a
temperatura del laboratorio o en la nevera a 4ºC.
5. Centrifugar la muestra anticoagulada y retirar todo el plasma.
6. Lavar las células con SSF calentada a 37ºC por cuatro veces y empaquetar en el último
lavado.

9
7. Centrifugar la muestra sin anticoagulante, separando el suero en un tubo previamente
identificado.
8. Colocar en tubo limpio un volumen de células lavadas, más un volumen de suero a absorber.
9. Mezclar e incubar según la temperatura de reacción del Ac a absorber, de 15 a 18ºC en baño
de María con hielo, y a 4ºC durante 30 a 60 minutos mezclar previamente.
10. Centrifugar, separando el suero inmediatamente.
11. Demostrar que la absorción fue adecuada, colocando en un tubo 12 x 75 mm, dos gotas de
suero y una gota de células autólogas al 5% en SSF.
12. Centrifugar a velocidad y tiempo establecido. Interpretar.
1. Si no hay aglutinación, la absorción es satisfactoria, identificar el suero como
absorbido.
2. Si la aglutinación persiste, realizar de nuevo procedimiento usando células nuevas.
3. Si persiste la aglutinación es conveniente tratar una muestra fresca de células autólogas
con enzimas.
B. Autoabsorción con células tratadas con enzimas:
1. Lavar un volumen de células por cuatro veces con SSF calentada a 37ºC, empaquetarlas
fuertemente después del último lavado.
2. Agregar al volumen de células igual volumen de ficina al 1%.
3. Mezclar e incubar a temperatura de 37ºC durante 15 minutos.
4. Lavar las células tres veces con SSF y empaquetar las células después del último lavado.
5. Agregar al volumen de células ficinadas, igual volumen de suero problema.
6. Mezclar e incubar a 4ºC durante 15 a 60 minutos.
7. Centrifugar y remover el suero absorbido en un tubo previamente identificado.
8. Probar el suero con células autólogas frescas para determinar si el Ac frío se absorbió.
8.1. Colocar una gota de células autólogas frescas al 5% más dos gotas de suero absorbido.
8.2. Mezclar e incubar a temperatura de laboratorio durante 15 minutos.
8.3. Centrifugar, leer para observar si persiste la aglutinación.
9. Interpretar.
Si la aglutinación persiste repetir el procedimiento, usando una nueva muestra de células autólogas
frescas ficinadas.
1. Disponer de suficiente muestra de sangre problema con y sin anticoagulante.
2. Utilizar la temperatura indicada para la autoabsorción.
3. Mantener la proporción celular, enzimas y suero, adecuado para la absorción.

10
3. AUTOABSORCIÓN A 37ºC
Método que consiste en remover AA fijados in vivo a la membrana del GR, utilizando una elución a
56ºC con el fin de dejar sitios disponibles para la autoabsorción in vitro y así identificar aloanticuerpos.
II. OBJETIVO
Separar auto y aloanticuerpos en pacientes con anemia hemolítica autoinmune asociada con Ac
calientes para su respectiva identificación.
Muestra de sangre suficiente con anticoagulante y sin anticoagulante, baño de María a 37 y 56 ºC, SSF
calentada a 45ºC, papaína o ficina al 1%, centrífugas, tubos de ensaye 12 x 75 y 13 x 100 mm, pipetas
de Pasteur con bulbo de goma, lápiz graso o marcadores, células pantalla, programador o gradillas,
etiquetas autoadhesivas, jeringas de 12 a 20 cc, yelco o scalp número 19, guantes, pipeta con SSF,
envase para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
1. Extraer al paciente suficiente muestra de sangre con y sin anticoagulante.
2. Centrifugar las muestras de sangre separando el plasma y suero, en tubos previamente
identificados.
3. Colocar los GR con anticoagulante en tubos 12 x 75 mm, en alícuotas de 1 mL, tantos como sean
necesarios.
4. Lavar cada muestra de células rojas con SSF calentada a 45ºC por seis veces consecutivas.
5. Empaquetar las células después del último lavado.
6. Agregar a cada tubo igual volumen de SSF.
7. Mezclar e incubar en baño de María a 6o
C por tres a cinco minutos, agitando frecuentemente.
8. Centrifugar rápidamente y separar el sobrenadante.
9. Lavar las células tres veces con SSF calentada a 45ºC y empaquetar después del último lavado.
10. Agregar a cada tubo dos volúmenes de papaína al 1% o un volumen de ficina al 1%.
11. Mezclar e incubar a 37ºC por 30 minutos agitando ocasionalmente.
12. Centrifugar y retirar el sobrenadante.
13. Lavar los tubos de tres a cuatro veces con SSF a temperatura ambiente, para remover totalmente
la enzima.
14. Empaquetar bien las células después del último lavado.
15. Agregar al paquete celular igual volumen de suero a absorber.

11
16. Mezclar e incubar a 37ºC durante 30 a 60 minutos agitando periódicamente.
17. Centrifugar de inmediato a altas velocidades y separar el suero.
18. Probar el suero autoabsorbido contra las propias células tratadas con enzimas y contra células
detectoras de Ac (Pantalla).
19. Interpretar.
19.1. Si no se observa aglutinación en el tubo de células autólogas, el suero sólo contenía AA.
19.2. Si aglutina sólo las células pantalla el AA se absorbió y queda el aloAc el cual se debe
identificar.
19.3. Si se observa aglutinación con las células autólogas y las pantallas, la autoabsorción fue
insuficiente; continuar realizando más autoabsorciones.
1. Extraer suficiente muestra de sangre con y sin anticoagulante, para realizar las autoabsorciones
necesarias.
2. Practicar eluciones rápidas a 56ºC en las células autólogas.
3. Tratar con enzimas las células autólogas, después de la elución a 56ºC.
4. Realizar el procedimiento en forma continua sin obviar pasos.
Observaciones:
No utilizar el plasma para las autoabsorciones.

12
4. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS ANTIPENICILINA Y
ANTICEFALOTINA
Es el procedimiento mediante el cual las pruebas de laboratorio conducen al diagnóstico de las anemias
inducidas, por drogas, asociadas a tratamiento con penicilina o cefalotina. Estas drogas conducen a la
formación de Ac contra sí misma o contra Ag de los GR, causando una prueba de CD positivo.
II. OBJETIVO
Investigar en un paciente con prueba de antiglobulina directa positiva, Ac antipenicilina o
anticefalotina.
Muestra de sangre fresca en estudio sin anticoagulante y con anticoagulante, suero o eluido problema,
buffer de barbital 0.1 M con pH de 9.5-10.0, K-bencil penicilina G, cefalotina sódica (Keflín), SSF,
hematíes del grupo O lavados y concentrados, tubos de ensaye 12 x 75 mm, centrífuga, lámpara de
lectura de aglutinación, programador o gradilla, pizetas, pipetas de Pasteur, bulbo de goma, marcadores
o lápiz graso, etiquetas, guantes quirúrgicos y envases para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
A. Preparación de los GR sensibilizados con penicilina:
1. Lavar tres veces con SSF un volumen de GR de grupo O.
2. Preparar una solución de penicilina de 1 x 106
unidades: aproximadamente 600 mg de K-
bencil penicilina G, se disuelve en 15 mL de buffer de barbital 0.1 M con pH de 9.5–10.0.
3. Agregar un mL del paquete de GR lavado a la solución de penicilina y mezclar.
4. Incubar a temperatura del laboratorio durante una hora mezclando periódicamente.
5. Lavar las células tres veces con SSF.
Técnicas para la investigación de Ac antipenicilina
2. Identificar dos tubos de ensaye de 12 x 75 mm uno como "tratados" y otro "normales".
3. Colocar en cada tubo dos gotas del suero del paciente.
4. En el tubo identificado como "tratado", agregar una gota de los GR tratados, suspendidos en SSF
del 2 al 5%.
5. En el tubo identificado como "normal", agregar una gota de los mismos GR pero no tratados,
suspendidos del 2 al 5%.
6. Mezclar e incubar ambos tubos a temperatura del laboratorio, durante 15 minutos.
7. Centrifugar, leer y anotar resultados.
8. Incubar los mismos tubos a 37ºC durante 30 minutos.

13
9. Centrifugar, leer y anotar los resultados.
10. Lavar cuatro veces para prueba de antiglobulina.
11. Agregar dos gotas de reactivo de AGHP y mezclar.
Observaciones
Si el CD del paciente está positivo, se prepara un eluido por técnicas convencionales y se procesa en
igual forma.
Interpretación de resultados:
1. Los Ac IgM antipenicilina aglutinan los GR tratados pero no los normales, en la fase de
incubación en SSF.
2. Los Ac IgG antipenicilina aglutinan los GR tratados, pero no los normales en la fase de
antiglobulina.
B. Preparación de células sensibilizadas con cefalotina
1. Lavar tres veces con SSF un volumen de GR de grupos O.
2. Preparar una solución de cefalotina disolviendo 400 mg de la droga en 10 mL de solución SSF.
3. Agregar un mililitro del paquete de GR a la solución de cefalotina y mezclar.
4. Incubar a 37ºC durante dos horas, mezclando periódicamente.
5. Lavar los GR tres veces con SSF.
Técnicas para la investigación de Ac anticefalotina
2. Identificar dos tubos de ensaye de 12 x 75 mm uno como "tratados" y otro "normales".
3. Colocar en cada tubo dos gotas del suero del problema.
4. En el tubo identificado como "tratado", agregar una gota de los GR tratados, suspendidos en SSF
del 2 al 5%.
5. En el tubo identificado como "normal", agregar una gota de los mismos GR pero no tratados,
suspendidos del 2 al 5%.
6. Incubar ambos tubos a 37ºC durante 30 minutos.
8. Lavar cuatro veces para prueba de antiglobulina.
9. Agregar dos gotas de reactivo de antiglobulina humana y mezclar.
Observaciones
Si el CD del paciente está positivo, se prepara un eluido por técnicas convencionales y se procesa de

14
igual forma.
Los Ac IgG anticefalotina aglutinan los GR tratados, pero no los normales en la fase de antiglobulina.
1. Los glóbulos O deben ser frescos.
2. Las células sensibilizadas con penicilina o cefalotina pueden ser conservados en ACD a 4ºC
durante una semana.
3. Preparar la suspensión de GR sensibilizados de penicilina o cefalotina.
4. Realizar la prueba.
5. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS IRREGULARES
UTILIZANDO CÉLULAS TRATADAS CON ENZIMAS
PROTEOLÍTICAS
I.CONSIDERACIONES PRELIMINARES
Las enzimas proteolíticas modifican los antígenos eritrocitarios de manera que potencian la reactividad
de algunos sistemas antígeno-anticuerpo (especialmente Rh y Kidd) y anulan las configuraciones de
antígenos de otros (específicamente M, N, Fya y Fyb).
II. OBJETIVO
Identificar anticuerpos irregulares utilizando células tratadas con enzimas proteolíticas.
Papaína, ficina, bromelina, tripsina, panel de células, suero fresco en estudio, reactivos antiglobulina
humana, poliespecíficos, CCC, pizeta con SSF, pipeta de Pasteur con bulbo de goma, lámpara de
lectura de aglutinación, tubos de ensayo 12 x 75 mm, centrífuga, marcadores o lápiz graso, baño de
María a 37ºC, guantes, programador o gradilla, envases para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
1. Soluciones enzimáticas
A. Preparación de la solución de ficina al 1% (solución madre).
1. En un frasco volumétrico de 100 mL colocar un (1) gramo de ficina en polvo.
2. Agregar buffer fosfato de salina pH 7.3 y agitarla fuertemente para disolverla.
3. Dividir la solución en pequeñas alícuotas y mantener bajo congelamiento a 26ºC.
4. Una vez descongelado no se puede recongelar.
Preparación de la solución de ficina al 0.1% (solución de trabajo)
1. De la solución de ficina al 1% descongelar 1 mL.

15
2. Agregarle 9 mL de buffer de fosfato 0.1. M, pH 7.3.
Preparación de la papaína activada de low
1. Moler 0.5 gramos de papaína en un mortero con algunos milímetros de buffer de fosfato, pH
5.5.
2. Colocar la suspensión de papaína en un frasco volumétrico de 250 mL, agregarle 190 mL de
buffer de fosfato, pH 5.5. Agitar fuertemente.
3. Disolver 0.6 gramos de L-cisteína hidroclórica en 10 mL de agua destilada y agregarla a la
solución de papaína.
4. Incubar a 37ºC por 1 hora. El tiempo de incubación comienza cuando la solución alcanza los
37ºC.
5. Centrifugar la solución. Conservar el sobrenadante claro y descartar el sedimento.
6. Dividir la solución en pequeñas alícuotas y congelar a -20ºC.
7. Este reactivo no es estable a 4ºC; una vez que se ha descongelado la muestra, el residuo debe
descartarse.
Preparación de los buffers de fosfato a diferentes pH
Solución A
Disolver 22.16 gramos de fosfato monobásico monohidratado (NaH2PO4H2O) en un litro de agua
destilada. Esta solución 0.16 M tiene un pH de 5.0.
Solución B
Disolver 17.2 gramos de fosfato dibásico anhidro (Na2H–pO4) en 1 litro de agua. Esta solución 0.126 M
tiene un pH de 9.0.
Soluciones de trabajo
Se preparan mezclando volúmenes de las dos soluciones A y B de acuerdo a la siguiente tabla.

16
6. TÉCNICA DE INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS
IRREGULARES EN DOS TIEMPOS, UTILIZANDO FICINA
O PAPAÍNA
TÉCNICA DE INVESTIGACIÓN DE AC IRREGULARES EN DOS TIEMPOS, UTILIZANDO
FICINA O PAPAÍNA
1. Marcar tantos tubos 12 x 75 mm, como muestra tenga el panel, agregar un (1) tubo adicional para
autocontrol.
2. Colocar en cada tubo una (1) gota de glóbulos rojos del correspondiente frasco de panel. En el
tubo AC colocar una (1) gota de células del paciente, en su pensión al 3%.
3. Agregar una (1) gota de solución enzimática en cada uno de los tubos del panel, mezclar bien.
4. Incubar a 37ºC por 10 a 15 minutos.
5. Lavar por tres (3) veces cada uno de los tubos de SSF.
6. Agregar dos gotas de suero problema en estudio a cada uno de los tubos.
7. Mezclar e incubar a 37ºC durante 15 a 30 minutos con ficina ó 30' con papaína o de acuerdo a lo
indicado en el control de calidad.
8. Centrifugar al tiempo y revoluciones establecidas.
9. Leer y observar si hay hemólisis o aglutinación, anotar los resultados en cruces, tubo en mano.
10. Lavar cuatro (4) veces todos los tubos con SSF.
11. Agregar a cada tubo dos (2) gotas de AGHP.
12. Mezclar y centrifugar al tiempo y revoluciones establecidas.
13. Leer y observar la aglutinación y anotar los resultados en cruces, tubo en mano.
14. Comprobar las pruebas de antiglobulina negativa con CCC.
Interpretar los resultados en la tabla del panel.
I. NORMAS ESPECÍFICAS
1. Mantener una adecuada ventilación en el área de trabajo para evitar la inhalación de materiales
volátiles.
2. Evitar el contacto de este material con los ojos y la piel.
3. La solución de ficina y papaína al 1% deben guardarse en pequeñas alícuotas congeladas.
4. La solución descongelada no se puede recongelar.
5. El tiempo de conservación de la solución enzimática en refrigeración es de un mes y congelada
de cuatro a cinco meses.
6. Ser preciso en el tiempo de incubación de las células con la enzima.

17
7. ELUCIÓN POR ÉTER, ELUCIÓN POR CLOROFORMO,
ELUCIÓN CON SISTEMA R. E. S.
La técnica de elución libera las moléculas de anticuerpos fijados a los glóbulos rojos, mediante la
destrucción del antígeno o cambiando las condiciones que favorecen la disociación del complejo
antígeno anticuerpos.
II. OBJETIVO
Separar auto y aloanticuerpo de la membrana de los glóbulos rojos en pacientes con anemia hemolítica.
Muestra de sangre suficiente con anticoagulante, baño María a 37 y 56ºC, pizeta con solución salina
fisiológica, centrífuga, tubo de ensayo 13 x 100 mm, 12 x 75 mm, pipeta de Pasteur con bulbo de goma,
programador o gradilla, lápiz graso o marcador, etiqueta autoadhesiva, guantes de goma, papel
parafinado, lámpara de lectura de aglutinación, panel de células, albúmina bovina, AGHP, éter,
cloroformo, reactivos: solución de lavado concentrada (1.10), solución I (solución para elución ácida),
solución II (solución buffer básica), envase para descartar material.
IV. ORIENTACIÓN
Elución con éter:
1. Extraer al paciente 10 mL de sangre con anticoagulante.
2. Centrifugar la muestra separando el plasma en tubo previamente identificado.
3. Lavar por seis (6) veces un volumen de glóbulos rojos.
4. Conservar una alícuota de la salina residual en el último lavado en tubo identificado.
5. Empaquetar fuertemente las células en el último lavado.
6. Agregue al paquete globular, un (1) volumen igual de solución salina fisiológica.
7. Agregar dos (2) volúmenes de éter.
8. Tapar el tubo con tapón de corcho o de goma y agitar fuertemente en forma horizontal durante un
minuto.
9. Coloque el tubo en el programador y deje reposar por un minuto.
10. Destapar el tubo cuidadosamente para dejar salir el éter en forma evaporada.
11. Centrifugar a 3500 rpm durante diez (10) minutos.
Después de centrifugado se observan tres (3) capas.
Superior: transparente que es el éter.
Intermedia: formada por el estroma y proteínas.
Inferior: coloreada de rojo que es el eluido.
12. Identificar un tubo de ensaye como eluido.
13. Con pipeta de Pasteur, aspirar el eluido introduciendo la pipeta con cuidado hasta el fondo del
tubo.

18
14. Colocar el eluido en baño de María a 37ºC por 5 a 10 minutos para favorecer la evaporación del
éter.
15. Centrifugar a 3500 rpm por 5 minutos, colocar el eluido en un tubo identificado.
Realizar panel del eluido paralelamente con la alícuota del último lavado:
1. Marcar tantos tubos como muestras tenga el panel de células.
2. Colocar dos gotas de eluido en cada tubo.
3. Agregar en cada tubo una gota de células del correspondiente frasco del panel.
4. Agregar dos gotas de Alb en cada uno de los tubos.
5. Incubar en baño de María a 37ºC por 30 minutos.
6. Realizar cuatro lavados con SSF.
7. Agregar dos (2) gotas de AGHP.
8. Centrifugar a la velocidad y tiempo establecido.
9. Leer y reportar los resultados, tubo en mano en la tabla del panel.
10. A los resultados negativos agregar CCC.
11. Centrifugar a velocidad y tiempo establecido.
12. Leer y reportar resultados.
13. Interpretar los resultados.
Elución por cloroformo
1. Extraer al paciente 10 mL de sangre con anticoagulante (dependiendo de las condiciones del
paciente).
2. Centrifugar la muestra separando el plasma en tubo previamente identificado.
3. Lavar por seis veces un volumen de GR.
4. Conservar una alícuota de la salina residual en el último lavado en tubo identificado.
5. Empaquetar fuertemente las células en el último lavado.
6. Colocar un milímetro de glóbulos empaquetados en un tubo de ensaye previamente identificado.
7. Agregar un milímetro de Alb al 67% y 2 mL de cloroformo.
8. Tapar el tubo con tapón de corcho o de goma y colocarlo en posición horizontal, agitar
fuertemente durante 15 segundos.
9. Mezclar por inversión durante un minuto adicional.
10. Destapar el tubo y colocarlo en baño de María a 56ºC durante cinco minutos, mezclar
frecuentemente el contenido con un aplicador.
11. Centrifugar a aitas velocidades durante cinco minutos.
12. Identificar un tubo de ensaye.
13. Transferir el eluido (capa superior) a dicho tubo y procesarlo paralelamente con el sobrenadante
del último lavado. Realizar panel al eluido (ver técnica panel con eluido).

19
V. TÉCNICAS DE ELUCIÓN CON SISTEMA R.E.S.
1. Diluir la solución de lavado concentrado en agua destilada, con relación de 1 volumen por cada 9
volúmenes respectivamente (la preparada puede guardarse en frascos cerrados entre 2-8 o
C hasta
por 6 meses).
2. Realizar Coombs directo: a la muestra a investigar. Reporte resultados.
3. Centrifugar la muestra por 2 minutos y remover todo exceso de plasma o suero. Lavar una vez
con SSF isotónica.
4. El volumen de células rojas lavadas debe ser de al menos 1 cc.
5. Lavar cuatro veces la muestra con la solución de lavado preparado en el paso 1, para remover
todos los anticuerpos, no unidos a los glóbulos rojos (conservar una alícuota del sobrenadante del
último lavado para medir actividad del anticuerpo en el suero).
6. Transferir 1 cc de las células previamente lavadas a un tubo limpio. Añadir 20 gotas de la
solución I, para eluir el anticuerpo mezclar suavemente por inmersión; 4 a 5 veces.
7. Centrifugar inmediatamente de 45 a 60 segundos a 3,500 rpm.
8. Transferir el sobrenadante, descartar las células.
9. Añadir 8 gotas de solución II (buffer básico) al eluido, mezclar bien.
10. Continuar añadiendo gotas de solución II, mezclar luego de cada gota hasta que la solución
cambie de color azul (el color azul indica un rango de pH entre 6.5 a 7.5).
11. Centrifugar el eluido para remover restos de estromas.
12. Determinar los anticuerpos por métodos de antiglobulina indirecta utilizando el eluido.
VI. NORMAS ESPECÍFICAS
1. Utilizar muestra con anticoagulante.
2. Utilizar material limpio.
3. Realizar panel de células a todo eluido.
4. Utilizar suficiente paquete globular.
5. Realizar los lavados correspondientes.
6. Usar tapón y retirar con cuidado (en elución con éter).

20
8. INVESTIGACIÓN DE ANTICUERPOS CONTRA DROGAS
QUE REACCIONAN POR EL MECANISMO DE
COMPLEJO INMUNE
Los inmunocomplejos formados entre ciertos fármacos y sus Ac respectivos se unen debidamente y de
forma inespecífica a los hematíes. Los inmunocomplejos fijados activan el complemento, lo que puede
dar lugar a hemólisis in vivo. Este procedimiento es un medio in vitro de demostrar la formación de
inmunocomplejos asociados a la interacción fármaco y antifármaco.
II. OBJETIVO
Investigar Ac contra drogas que reaccionan por el mecanismo de formación de complejos inmunes.
Suero problema, droga problema (comprimidos, solución o cápsulas), SSF, tamponada por fosfatos a
pH 7.0-7.4, suero normal fresco preferiblemente tipo AB, libre de Ac irregulares (como fuente de
complemento), hematíes del grupo O, tratados y no tratados con enzimas proteolíticas, tubo de ensaye
12 x 75 mm, mortero, centrífuga, programador o gradilla, lápiz graso o marcador, pizetas, pipetas de
Pasteur con bulbo de goma, etiquetas engomadas, guantes quirúrgicos, envase para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
2. Preparar una solución de la droga problema en buffer de salina (pH 7.0–7.4) empleando
aproximadamente 1 mg de la droga por 1 mL de buffer; si se trata de tabletas triturarlas en un
mortero.
3. Incubar a 37ºC hasta que la droga se haya disuelto suficientemente, puede agitarse fuertemente
para acelerar el proceso.
4. Centrifugar y obtener el sobrenadante claro.
5. Ajustar el pH de la solución a 7.0 aproximadamente.
6. Identificar dos series de tubos en la siguiente forma:
a. Suero del paciente más droga.
b. Suero del paciente más buffer de salina.
c. Suero del paciente más complemento (suero normal) más droga.
d. Suero del paciente más complemento (suero normal) más buffer salina.
e. Droga más complemento.
NOTA: Como fuente de complemento se usa suero normal fresco preferiblemente grupo AB.
7. En cada pareja de tubo colocar dos volúmenes de cada mezcla.
8. En una de las series de tubo agregar un volumen de GR normales de grupo O, suspendidos de 5 al
10% en SSF.
9. En la otra serie de tubo agregar un volumen de GR "O" tratados con enzimas, suspendido de 5 al
10% en SSF.
10. Incubar ambas series a 37ºC durante una a dos horas mezclando periódicamente.

21
11. Centrifugar a revoluciones y tiempo establecido.
12. Leer y observar hemólisis o aglutinación.
13. Lavar las células cuatro veces y agregar dos gotas de AGHP.
Interpretación
Puede observarse hemólisis o aglutinación directa o por AGH simultánea o individualmente; si la droga
en cuestión está envuelta en el proceso hemolítico los resultados serán como en el siguiente cuadro:
1. Utilizar suero fresco.
2. Utilizar GR "O" tratados con enzimas comerciales o preparadas en el laboratorio.
3. Utilizar suero fresco AB libre de Ac irregulares, como fuente de complemento.
9. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA MNSs
El sistema MNSs, son antígenos de grupo sanguíneos, siendo los más importantes: M, N, S, s. Los
antígenos MN genéticamente se transmiten por un par de genes, determinando tres genotipos: MM, NN,
MN. La composición de los antígenos Ss es muy parecida, existiendo tres genotipos a los cuales han de
pertenecer todas las personas: SS, ss, Ss.
Los antígenos del sistema MN van ligados en los cromosomas al sistema Ss, heredándose
conjuntamente.
II. OBJETIVOS
1. Determinar el antígeno M y N en una muestra de sangre en estudio.
2. Detectar el antígeno S y s en una muestra de sangre en estudio.
Muestra de sangre en estudio, reactivo anti M, anti N, anti S, anti s, centrífuga, lámpara para lectura de
aglutinación, tubos de ensayo 12 x 75 mm, pipeta de Pasteur con bulbo de goma, programador o
gradilla, pizeta, SSF, lápiz graso y/o marcadores, etiquetas, guantes quirúrgicos, formato de registro,
envase para desechar material.

22
IV. ORIENTACIONES
Determinación de los grupos sanguíneos M y N
1. Antes de comenzar el procedimiento, leer las instrucciones del fabricante y seguir estrictamente,
ya que la técnica cambia según la casa comercial y el reactivo a utilizar.
3. Preparar una suspensión de hematíes en estudio de 2 al 3% en SSF lavados una vez.
4. Marcar un tubo, 12 x 75 mm, con la sigla M y colocar una gota de reactivo anti M.
5. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm, con la sigla N y agregar una gota de reactivo anti N.
6. Marcar un tercer tubo 12 x 75 mm, como control y agregar una gota de albúmina al 6% (3 mL
albúmina al 22% y 8 mL de SSF mezclar).
7. Agregar con pipeta de Pasteur una gota de suspensión de las células en estudio previamente
preparadas a cada uno de los tubos, mezclar agitando suavemente.
8. Incubar a temperatura ambiente (20 a 30ºC) por un periodo de 30 minutos. No centrifugar; a
menos que el inserto lo indique.
9. Leer resuspendiendo las células por medio de agitación suave y examinar macroscópicamente en
búsqueda de aglutinación.
10. Interpretar resultados y anotar en los formatos correspondientes.
o Aglutinación de las células en el tubo con el reactivo M, indica la presencia del antígeno M.
o Si no hay aglutinación las células carecen de dicho antígeno.
o Aglutinación de las células en el tubo con el reactivo N, indica la presencia del antígeno N.
o Si no hay aglutinación no posee el antígeno.
o Si el control del paciente demuestra aglutinación no es válida la prueba.
o Posibles reacciones con reactivo anti M, anti N y la interpretación son demostradas en la
siguiente tabla:
1. Antes de utilizar el reactivo leer las instrucciones del fabricante y seguir estrictamente el
procedimiento recomendado.
2. Todas las pruebas deben realizarse a temperatura ambiente (20 a 30 ºC).
3. No centrifugar en ningún momento.
4. Se deben incluir como control células rojas conocidas como M, N y MN positivas.

23
Determinación de los grupos sanguíneos S y s:
2. Preparar una suspensión del 2-3% de los hematíes en estudio lavados una vez.
3. Marcar un tubo 12 x 75 mm con la sigla S y colocar una gota de reactivo anti S.
4. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm, con la sigla s y colocar una gota de reactivo anti s.
5. Marcar un tercer tubo 75 x 12 mm, con la sigla U y colocar una gota de reactivo anti U.
6. Marcar un cuarto tubo 75 x 12 mm, como control y agregar una gota de Alb al 6% (3 mL de Alb
al 22% más 8 mL de SSF).
7. Agregar con pipeta de Pasteur una gota de la suspensión de las células en estudio previamente
preparadas a cada uno de los tubos de ensaye, mezclar agitando suavemente.
8. Incubar a 37ºC durante 30 minutos.
9. Lavar cuatro veces con SSF, decantando completamente la SSF en cada lavado.
10. Agregar a cada uno de los tubos dos gotas de reactivos antiglobulina humana, mezclar bien.
11. Centrifugar de acuerdo al tiempo y revoluciones establecidas.
12. Leer resuspendiendo las células por medio de una agitación suave y examinar microscópicamente
en búsqueda de aglutinación.
13. Confirmar los resultados de antiglobulina negativa agregando CCC.
14. Interpretar resultados y anotar en los formatos correspondientes:
o Antígeno-aglutinación de las células en el tubo con el reactivo anti S, indica presencia del
antígeno S, la ausencia de antígeno-aglutinación indica ausencia de dicho antígeno.
o Antígeno-aglutinación de las células en el tubo con reactivo anti s, indica presencia del
antígeno s, la ausencia de antígeno-aglutinación indica ausencia de dicho antígeno.
o Posibles reacciones con reactivo anti S, anti s, anti U y la interpretación son demostradas en
la siguiente tabla:
o Antígeno-aglutinación de las células en el tubo con reactivo anti U, indica presencia del
antígeno U, la ausencia de antígeno-aglutinación, indica ausencia de dicho antígeno.
o Aglutinación en el tubo control invalida las pruebas.
VI. NORMAS ESPECÍFICAS
1. Antes de utilizar el reactivo leer las instrucciones del fabricante.
2. Todos los resultados deben leerse en el momento que termina el procedimiento.
3. Se deben incluir como control células rojas conocidas Lea
y Leb
positivas y negativas.

24
4. Utilizar lo menos posible la lámpara de lectura, ya que estos anticuerpos son fríos y si se utiliza
debe estar fría.
10. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA LEWIS
El sistema Lewis comprende dos Ag principales Lewisa
y Lewisb
, y está caracterizado por ser un
sistema de Ag tisulares, solubles. Los eritrocitos adquieren los Ag Lewis absorbiéndolos del plasma.
II. OBJETIVO
Detectar el Ag Lea
y Leb
en una muestra de sangre en estudio.
Muestra de sangre, reactivo anti-Lea
, anti-Leb
, pizeta con SSF, tubos de ensaye 12 x 75 mm, centrífuga,
lámpara de lectura, programador o gradilla, lápiz graso y/o marcadores, Alb, etiquetas, formatos de
registro, guantes quirúrgicos, envases para desechos.
IV. ORIENTACIÓN
2. Preparar una suspensión de hematíes en estudio de 2 a 3% en SSF, lavados una vez.
3. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con la sigla Lea
y colocar dos gotas de reactivo anti-Lea
.
4. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm, con la sigla Leb
y colocar dos gotas de reactivo anti-Leb
.
5. Marcar un tercer tubo 12 x 75 mm, como control y agregar dos gotas de Alb al 6%.
6. Agregar con una pipeta de Pasteur una gota de la suspensión de hematíes en estudio. Previamente
preparados a cada uno de los tubos. Mezclar agitando suavemente.
7. Incubar a temperatura ambiente 20 a 25ºC por espacio de 30 minutos.
8. Centrifugar de acuerdo al tiempo y velocidad establecida.
9. Leer resuspendiendo las células nuevamente, examinar microscópicamente en búsqueda de
aglutinación.
10.1. Si hay aglutinación en el tubo con el reactivo anti-Lea
, las células poseen el Ag Lea
. Si no
hay aglutinamiento las células carecen de dicho Ag.
10.2. Si hay aglutinación en el tubo con el reactivo anti-Leb
, las células poseen el Ag Leb
. Si no
hay aglutinamiento las células carecen de dicho Ag.
10.3. Si hay aglutinación en el tubo control queda invalidada la prueba.
10.4. Posibles reacciones con los reactivos anti-Lea
y anti-Leb
y su interpretación:

25
1. Antes de utilizar los reactivos leer las instrucciones del fabricante.
2. Todos los resultados deben leerse en el momento que termina el procedimiento.
3. Se deben incluir como control células rojas conocidas Lea
y Leb
11. PREPARACIÓN DE ALBÚMINA AL 6%
Es un procedimiento para preparar Alb a baja concentración.
II. OBJETIVOS
1. Propiciar el medio adecuado, para separar Ac absorbidos en los GR.
2. Realizar controles con un medio parecido a la Alb del organismo.
Guantes quirúrgicos, pipetas calibradas, SSF, Alb al 22 ó al 30%, frascos goteros de 10 mL estériles,
etiquetas autoadhesivas, envases para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
2. Si vamos a utilizar Alb al 22%:
2.1. En un frasco gotero se colocan 8 mL de SSF.
2.2. Se le agregan 3 mL de Alb al 22%, mezclar.
2.3. Rotularlo Alb al 6% y fecha de la preparación.
2.4. Conservar en nevera de 4 a 6ºC.
3. Si vamos a utilizar Alb al 30%:
3.1. En un frasco gotero se colocan 8 mL de SSF.
3.2. Se le agregan 2 mL de Alb al 30%, mezclar.
3.3. Rotularlo Alb al 6% y fecha de la preparación.
3.4. Conservar en nevera de 4 a 6ºC.
1. Preparar este medio de reacción cuando el procedimiento lo amerite
2. Leer las instrucciones del fabricante de la Alb.
3. Identificar la preparación.

26
12. DETERMINACIÓN DEL ANTÍGENO P
El primer antígeno descubierto fue originalmente llamado P y posteriormente cambiado a P1, el cual
representa el Ag definitivo de este sistema. Los Ag P, Pk y Luke (1ke) forman parte de otro grupo de
Ag. Los GR que carecen de P1, pero poseen P, poseen el fenotipo P2, P1 está presente sobre
aproximadamente 80% de las personas de raza blanca y 94% de raza negra. El Ag P no ha sido aún
aislado al sistema y este fenotipo corresponde a aquellas personas que carecen de P1, P y Pk.
II. OBJETIVO
Detectar los antígenos P, en una muestra de sangre en estudio.
Muestra de sangre, reactivo anti P1, centrífuga, lámpara de lectura, tubos de ensayo 12 x 75 mm, pipetas
de Pasteur, programador o gradilla, pizeta con SSF, marcadores y /o lápiz graso, etiquetas, formatos de
registro, guantes quirúrgicos, envases para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
1. Antes de comenzar el procedimiento, leer las instrucciones del fabricante y seguirlas
estrictamente, ya que la técnica cambia según la casa comercial y el reactivo utilizar.
3. Preparar una suspensión de hematíes en estudio de 2 al 3% en SSF, lavados una vez.
4. Marcar un tubo 12 x 75 mm con la sigla P1 y colocar dos gotas de reactivo anti-P1.
5. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm como control y agregar dos gotas de albúmina al 6%.
6. Agregar con una pipeta de Pasteur una gota de la suspensión de hematíes en estudio previamente
preparados a cada uno de los tubos. Mezclar agitando suavemente.
7. Incubar a temperatura ambiente (20 a 30ºC) por un periodo de 20 a 30 minutos.
9. Leer resuspendiendo las células por medio de agitación suave y examinar microscópicamente en
búsqueda de aglutinación.
9.1. Si hay aglutinación en el tubo de ensayo pero no en el control del paciente, indica reacción
positiva, hay presencia del antígeno P1.
9.2. Cuando no hay aglutinación en el tubo de ensayo de la prueba, ni en el tubo control del
paciente, indica reacción negativa, hay ausencia de antígeno P1.
9.3. Si hay positividad en los dos tubos de ensaye, no es válida la prueba. Se debe repetir.
9.4. Posibles reacciones con el reactivo anti-P1 y sus respectivas interpretaciones:

27
1. Antes de utilizar los reactivos leer instrucciones del fabricante.
2. Realizar un control con células conocidas como P1 positivas y P2 negativas a fin de verificar la
reactividad del reactivo.
13. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA KIDD
El sistema Kidd está conformado por dos antígenos: Jka
, Jkb
; cuando no están presentes estos antígenos
se denominan Kidd nulo o Jk (a-b-), el cual es extremadamente raro. Los genes que se codifican por la
producción de los antígenos Jka
y JKb
existen como alelos codominantes.
II. OBJETIVO
Detectar el antígeno Jka
y Jkb
Muestra de sangre en estudio, reactivo anti JKa
, anti JKb
, albúmina 6%, reactivo de antiglobulina
humana, células control Coombs, pizeta con SSF, tubos de ensayo 12 x 75 mm, centrífuga, lámpara
para lectura de aglutinación, programador o gradilla, lápiz graso y/o marcadores, etiquetas, pipetas de
Pasteur con bulbo de goma, guantes, formato de registro, envases para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
estrictamente, ya que la técnica cambia según la casa comercial y el reactivo a utilizar.
3. Preparar una suspensión de hematíes del 2 al 5% en SSF lavados una vez de la muestra en
estudio.
4. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con las siglas Jka
y colocar dos gotas de reactivo anti Jka
.
5. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con las siglas Jkb
y colocar dos gotas de reactivo anti Jkb
.
6. Marcar un tercer tubo 12 x 75 mm, como control y agregar dos gotas de Alb al 6%.
7. Agregar con pipeta de Pasteur una gota de la suspensión de hematíes en estudio previamente
preparada a cada uno de los tres tubos.
8. Mezclar agitando suavemente cada uno de los tubos.
10. Lavar las células cuatro veces con solución salina fisiológica.
11. Agregar a cada uno de los tubos dos gotas de reactivo de antiglobulina humana (Coombs).
12. Mezclar y centrifugar de acuerdo al tiempo y revoluciones establecidas.
13. Leer resuspendiendo las células suavemente, examinando microscópicamente en búsqueda de
aglutinación.
14. Confirmar los resultados de antiglobulina negativa agregando células control Coombs.

28
15. Interpretación de resultados
a) Si hay aglutinación en el tubo con el reactivo anti Jka
, las células poseen dicho antígeno, si no
hay aglutinación las células carecen del antígeno Jka
.
b) Si hay aglutinación en el tubo con el reactivo anti Jkb
las células poseen dicho antígeno, si no
hay aglutinación las células carecen de dicho antígeno.
c) Si hay aglutinación en el tubo control queda invalidada la prueba.
Interpretación de los resultados
Posibles reacciones con el reactivo anti Jka
y anti Jkb
y su interpretación.
1. Leer las instrucciones del fabricante antes de utilizar los reactivos.
2. Hacer paralelamente una prueba idéntica con células rojas conocidas como Jka
y Jkb
positivas y
negativas.
3. Las células rojas que presentan una prueba de antiglobulina directa positiva, no pueden estudiarse
con estos reactivos, ya que al usar la AGH (suero de Coombs) dará el resultado positivo.
14. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA DUFFY
El sistema Duffy presenta dos antígenos: Fya
, Fyb
, cuyos genes son alelos codominantes. Ellos definen
los cuatro fenotipos observados en este sistema de grupos sanguíneos. La homocigocidad para un gen
diferente Duffy (Fy) causa ausencia de los antígenos.
II. OBJETIVO
Detectar el antígeno Fya
y Fyb
Muestra de sangre, reactivo anti Fya
, reactivo anti Fyb
, albúmina 6%, reactivo de antiglobulina humana,
células de control de Coombs, pizeta con solución salina fisiológica, lámpara de lectura con espejo
amplificador, tubos de ensaye 12 x 75 mm, pipetas de Pasteur, bulbos de goma, programador o gradilla,
lápiz graso y/o marcadores, etiquetas, guantes quirúrgicos, hojas de registro, envases para desechos.

29
IV. ORIENTACIÓN
3. Preparar una suspensión de hematíes en estudio de 2 a 3% en SSF, lavados una vez.
4. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con la sigla Fya
y colocar dos gotas de suero anti-Fya
.
5. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm, con la sigla Fyb
y colocar dos gotas de reactivo anti Fyb
.
6. Marcar un tercer tubo 12 x 75 mm, como control y agregar dos gotas de albúmina al 6%.
preparados a cada uno de los tres tubos. Mezclar agitando suavemente.
9. Lavar 4 veces con SSF, decantando completamente la solución en cada lavada.
10. Agregar a cada tubo dos gotas de reactivo de antiglobulina humana (Coombs), mezclar bien.
12. Leer resuspendiendo las células suavemente, examinar macroscópicamente en búsqueda de
aglutinación.
13. Confirmar los resultados de antiglobulina negativa agregando células de control de Coombs.
14.1. Aglutinación: indica presencia de antígeno.
1.4.2. No aglutinación: indica ausencia del antígeno.
1.4.3. Si hay aglutinación en el tubo control queda invalidada la prueba.
2. Se deben incluir como control células rojas conocidas como Fya
y Fyb
3. Las células rojas que presenten una prueba de antiglobulina directa positiva, no pueden estudiarse
con estos reactivos, ya que al usar la antiglobulina dará el resultado positivo.

30
15. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA KELL
El sistema Kell está conformado por dos antígenos principales KeII (K) y el antígeno Cellano (k) que es
un alelomorfo del Kell. Además existen otros antígenos que pertenecen al sistema Kell como son: Kpa
(o Penney), Kpb
(o Rautenberg), Jpc
(o Pelz), Isa
(o Sutler) y Jsb
(o Matthews).
II. OBJETIVO
Detectar el antígeno K (Kell) y 'k (Cellano) en una muestra de sangre en estudio.
Muestra de sangre, reactivo anti K, reactivo anti k, albúmina 6%, reactivo antiglobulina humana, células
de control de Coombs, SSF, centrífuga, lámpara de lectura, baño María 37ºC, tubos de ensaye 12 x 75
mm, pipetas de Pasteur, programador o gradilla, lápiz graso y/o marcadores, etiquetas, formatos de
registro, guantes quirúrgicos, bulbos de goma, envases rígidos para desechar material.
IV. ORIENTACIÓN
3. Preparar una suspensión de hematíes en estudio al 5% de SSF, lavados una vez.
4. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con la sigla K y colocar una gota de reactivo anti K (Anti-Kell).
5. Marcar un segundo tubo 12 x 75 mm, con la sigla k y colocar una gota de reactivo anti-k (Anti-
Cellano).
6. Marcar un tercer tubo 12 x 75 mm, como control y agregar una gota de albúmina al 6%.
7. Agregar con pipeta de Pasteur una gota de la suspensión de hematíes en estudio, previamente
preparadas a cada uno de los tres tubos. Mezclar agitando suavemente.
8. Incubar a 37ºC durante 20 a 30 minutos.
9. Lavar las células cuatro veces con SSF decantando completamente la salina en cada lavado.
10. Agregar a cada uno de los tubos dos gotas de reactivo antiglobulina humana.
12. Leer resuspendiendo las células suavemente examinando en búsqueda de aglutinación
microscópica.
13. Confirmar los resultados de antiglobulina negativa, agregando 2 gotas de células de control de
Coombs.
14. Interpretar resultado y anotar en los formatos correspondientes:
14.1. Si hay aglutinación en el tubo con el antisuero K las células poseen dicho antígeno K.
14.2. Si hay aglutinación en el tubo con el antisuero anti 'k las células poseen dicho antígeno k;
si no hay aglutinación las células carecen de dicho antígeno.
14.3. Si hay aglutinación en el tubo control queda invalidada la prueba.

31
2. Montar paralelamente un autocontrol de la muestra en estudio; esta prueba debe resultar negativa
para que sea válida.
3. Las células rojas que presenten una prueba de antiglobulina directa positiva, no pueden estudiarse
con este reactivo, ya que al usar la AGH, dará resultados positivos.
4. Se debe incluir como control células rojas conocidas como Kell y Cellano positivas y negativas.
16. DETERMINACIÓN DEL SISTEMA DIEGO
El sistema Diego comprende dos antígenos Dia
y Dib
y es útil como marcador racial, ya que el antígeno
Dia
es prácticamente exclusivo de las poblaciones de origen mongólico incluyendo los nativos
americanos; estos antígenos por sí mismos pueden ser importantes en investigaciones genéticas y en
estudios de población y familiares.
II. OBJETIVO
Detectar el antígeno Da
y Dib
Muestra de sangre en estudio, reactivo Dia
y Dib
, pizeta con SSF, tubos de ensayo 12 x 75 mm, baño de
María a 37ºC, centrífuga, lámpara de lectura, programador o gradilla, lápiz graso y/o marcadores,
etiquetas, formatos de registro, guantes quirúrgicos, envases para desecho, reactivo de CCC, reactivo de
AGH.
IV. ORIENTACIÓN
1. Antes de comenzar el procedimiento leer las instrucciones del fabricante y seguirlas
estrictamente.
3. Preparar una suspensión de hematíes del 2 al 3% en SSF, lavados una vez de la muestra en
estudio.
4. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con la sigla Dia
, y colocar dos gotas de reactivo Dia
.
5. Marcar un tubo 12 x 75 mm, con la sigla Dia
y colocar dos (2) gotas de reactivo Dib
.
preparada en cada uno de los tubos.
7. Mezclar suavemente cada uno de los tubos.
9. Lavar ambos tubos con SSF cuatro veces consecutivas.
10. Agregar a cada uno de los tubos dos gotas de reactivo de antiglobulina humana.
11. Mezclar y centrifugar de acuerdo al tiempo y revoluciones establecidos.

32
12. Leer resuspendiendo las células suavemente, examinando microscópicamente en búsqueda de
aglutinación.
13. Confirmar los resultados de antiglobulina negativa agregando células control de Coombs.
14. Interpretación de resultados:
a) Si hay aglutinación en el tubo identificado Dia
, las células poseen dicho antígeno, si no hay
dicha aglutinación las células carecen de dicho antígeno.
b) Si hay aglutinación, en el tubo identificado Dib
, las células poseen dicho antígeno, si no
hay aglutinación las células carecen de dicho antígeno.
Interpretación de resultados
Posibles reacciones con el reactivo Dia
y Dib
; reacciones con:
1. Leer las instrucciones del fabricante antes de utilizar los reactivos.
2. Hacer paralelamente una prueba idéntica con células rojas conocidas como Dia
y Dib
positivas y
negativas.
3. Las células que presentan una prueba de antiglobulina directa positiva, no pueden estudiarse con
estos reactivos, ya que al usar la AGH dará el resultado positivo.

33
ANEXO
EXAMEN
1. Explique las características de la absorción heteróloga.
2. Indique el material y el equipo que se utiliza en las absorciones hetérologas.
3. Mencione las normas y orientaciones en la autoabsorción en frío y a 37ºC.
4. Señale los objetivos de la investigación en la preparación de una solución de ficina al 1%.
5. Describa la técnica de investigación de anticuerpos irregulares en dos tiempos, utilizando ficina o
papaína.
6. Analice la elución por éter, cloroformo y sistemas R. E. S.
7. Comente la investigación de anticuerpos contra drogas que reaccionan por el mecanismo de
complejo inmune.
8. Mencione la determinación de los antígenos del sistema MNSs.
9. Exponga los antecedentes del antígeno P y las formas de su detección en las muestras de sangre.
10. Detalle el tema Duffy e indique el material y equipo utilizado para realizarlo.
11. Cite la conformación del sistema Kell. Señale pautas de orientación y normas específicas para su
determinación.
12. Señale el sistema Diego en inmunohematología y la interpretación de los resultados de
antigobulina.
*******

Inmunohematología ENFERMERIA INMUNOLIGIA

Recommended

Recommended

More Related Content

Similar to Inmunohematología ENFERMERIA INMUNOLIGIA

Similar to Inmunohematología ENFERMERIA INMUNOLIGIA (20)

Recently uploaded

Recently uploaded (20)

Inmunohematología ENFERMERIA INMUNOLIGIA